表觀轉錄組學研究范圍

表觀轉錄組學（epitranscriptomics，又稱“RNA表觀遺傳學”）是指轉錄后 RNA 修飾，這些修飾給轉錄組帶來了功能相關的變化。表觀轉錄組修飾包括幾個重要的 RNA 加工事件，包括 RNA 編輯、甲基化和剪接（圖二)。

從是否編碼蛋白質來說，RNA可以分為編碼RNA（coding RNA）修飾和非編碼RNA（non-coding RNA, ncRNA）兩大類。前者就是指mRNA，后者則包括很多種類，如眾所周知的tRNA和rRNA，參與RNA修飾的snoRNA等。

mRNA修飾研究最多的就是m6A 修飾，早在 20 世紀 70 年代，科學家們就在 RNA 中發現了 m6A 修飾，隨后越來越多的研究證明m6A 修飾的重要性：m6A 修飾和 mRNA 的穩定性、剪接加工、翻譯以及 microRNA 的加工有關；m6A 還和干細胞命運、生物節律相關，可以促使干細胞從自我更新狀態轉向細胞分化，研究人員發現，甲基化會縮短 mRNA 的半衰期，減少其豐度�？梢哉f，m6A 修飾幾乎影響 RNA 代謝的每個步驟。

而近年來，隨著研究的深入，不少研究工作也從mRNA轉為關注非編碼RNA的甲基化對于疾病發生發展過程的重要作用，發現非編碼RNA的m6A甲基化會在干細胞分化、癌細胞增殖等過程中起關鍵作用。同mRNA一樣，lncRNA上也存在著多種化學修飾，m6A甲基化對于lncRNA來講，可以調控lncRNA二級結構，lncRNA結合蛋白，以及lncRNA的ceRNA機制，靶基因的m6A修飾。

此外還有環狀RNA上m6A修飾，這能影響circRNA和RNA結合蛋白(RBP)之間的相互作用，以及標記內源RNA，從而將其與外源RNA區分開，避免被自身免疫系統識別攻擊。

Small RNA，例如microRNA，tRNA來源小RNA(tsRNA，包括tRF&tiRNA)等，其RNA分子上具有多種不同的修飾，這些修飾一方面能夠調控small RNA的活性，另一方面也可以賦予它們新的功能。已知這些RNA修飾通過多種分子機制來發揮功能，如RNA修飾可以改變miRNA的靶向性或改變tsRNA(tRF&tiRNA)與RNA結合蛋白的親和力，進而發揮生物活性等。Small RNA修飾譜分析是表觀轉錄組學研究的新前沿，具有重要的科學意義和臨床價值。

RNA 修飾領域最重要的成就

對于迄今為止RNA修飾領域最重要的成就，康奈爾大學Samie R. Jaffrey教授認為，“第一個用于繪制 m6A全轉錄組方法可能是表觀轉錄組學領域中最重要的事件，現在已經被復制用于其他幾種核苷酸修飾。 在全轉錄組作圖之前，通過使用質譜法或其他分析測量檢測水解 RNA 中修飾的核苷酸，發現修飾的核苷酸。這些方法是模棱兩可的，尤其是對于低豐度的修飾：即使你有一個高純度的 mRNA 制劑，你還是擔心微量的污染轉移 RNA (tRNA) 或核糖體 RNA (rRNA) 可能是修飾的來源。這使得很難確定修飾的核苷酸是否來自 mRNA�！�

以色列特拉維夫大學醫學院的Gideon Rechavi教授則表示，“在我看來，該領域的主要成就是通過mRNA 修飾揭示了一個新的、復雜的、高度敏感的、可調節的基因表達調控層。這一新的調控層利用了mRNA 的獨特特性——即它是短暫的、高度結構化的、在細胞區室之間移動并通過轉錄放大的。這些影響部分是由“閱讀器”介導的，例如甲基特異性結合蛋白，它的鑒定是修飾領域的一個里程碑�；�因表達的調節也通過“寫手”和“橡皮擦”的修改安裝和刪除之間的相互作用進行調整。在過去的十年中，出現了幾個重要的教訓。首先，mRNA 修飾非常普遍，數千個基因轉錄本被修飾。有趣的是，一些修改聚集在特定的轉錄位置；例如，肌苷主要存在于重復的 Alu 序​​列中，m6A 優先修飾終止密碼子附近和內部外顯子、 AUG 起始密碼子周圍的 m1A 簇，這表明每個修飾通過不同的模式起作用行動。此外，一些修飾，如 m6A 和 m1A，在人和小鼠之間表現出高度的保守性。

另一個重要的成就是發現特定的修改可以通過不同的行為模式，通過不同的讀取，依賴于上下游。還有一個重要發現是一些 mRNA 修飾的動態特性，可以對環境刺激做出快速反應； m6A 和 m1A 已經證明了這種動態特性。 mRNA 修飾的核心作用體現在異常修飾對人類和小鼠早期發育以及人類癌癥、炎癥和神經變性的破壞性影響，進一步強調了這一調節層的重要性�！�

東京大學的Tsutomu Suzuki教授表示，“以前關于 RNA 修飾的生化研究主要集中在經典的非編碼 RNA，包括 tRNA、rRNA 和小核 RNA (snRNA)，因為這些RNA 在細胞中含量豐富。然而，最近，使用 NGS 技術對 RNA修飾進行全轉錄組分析已定出幾種堿基修飾，包括 mRNA 中的肌苷 (I)、m6A、m5C、Ψ 和 m1A 以及長鏈非編碼 RNA。這反過來這大大拓寬了表觀轉錄組的概念。

在過去的十幾年中，通過反向遺傳學和質譜法，科學家們識別出了埋藏在模式生物基因組中的RNA 修飾酶。使用這種方法，我們成功鑒定了 40 個RNA 修飾基因。

還值得一提的是，與疾病相關的外顯子組測序有助于解析RNA 修飾酶突變如何引發了許多人類疾病�！�[5]

如何研究RNA修飾

從目前的研究成果來看，表觀轉錄組影響深遠，是作為將可塑性疊加在其他基因組上連線轉錄組上的一種手段。表觀轉錄組“代碼”不僅可以啟用或增強 RNA 催化或 RNA 依賴性反應中的特定化學反應，還可以改變 RNA 結構-功能關系，從而以時空和信號依賴性方式提供額外的基因調控層。

然而，表觀轉錄組的功能研究落后于表觀基因組的功能研究，這是因為缺乏可以在轉錄組范圍內檢測這些表觀轉錄組標記的靈敏且穩健的技術。研究表觀轉錄組存在幾個主要挑戰。首先，大多數 RNA 修飾不能通過高通量測序直接檢測到。因為對 RNA 的化學修飾通常不會改變修飾堿基的堿基配對特性，逆轉錄 (RT) 將簡單地擦除這些修飾，并使它們與常規 RNA 堿基無法區分。其次，雖然 rRNA、tRNA 和 snRNA 很豐富，但其他類型的RNA，例如 mRNA 和長鏈非編碼 RNA (lncRNA)，豐度可能較低。第三，缺乏現有的計算工具來促進從測序數據識別修飾位點的能力。

幸運的是，近年來，針對不同表觀轉錄組的研究方法取得了重大進展。這些新工具幫助研究人員確定 RNA 修飾的位置，并揭示這些修飾在整個轉錄組中的不同分布模式。當這些方法與其他新興工具（例如基因組編輯工具）結合使用時，RNA 修飾酶的靶標就已確定。此外，這些技術還揭示了不同生理條件下不同表觀轉錄組標記的動態性質。同時這些工具使人們能夠發現選擇性識別特定表觀轉錄組標記并確定其功能的“閱讀器”蛋白。因此，新的研究工具不僅可以對表觀轉錄組進行全面分析，而且還是功能表觀轉錄組研究的寶貴資源 [2]。

⑴  檢測分析方法

研究 RNA 修飾的方法包括是液相色譜(LC-MS) 、基于高通量測序的方法和芯片分析等方法。

①    mRNA&lncRNA表觀轉錄組芯片

RNA修飾的潛在功能不僅取決于其所修飾的是何種基因轉錄本，同時也取決于被修飾部分在該轉錄本中所占的百分比。然而，目前大部分轉錄組水平的的RNA修飾檢測方法著重于尋找轉錄本上的修飾位點，不能夠定量地檢測被修飾轉錄本的百分比。這一類定量信息的缺乏已引起越來越多科研工作者的關注。

mRNA修飾的潛在影響既取決于其分子效應，也取決于被修飾轉錄本的百分比。例如，一種可以加速mRNA降解的修飾，如果只有1%的轉錄本被修飾，顯然不太可能產生任何生物功能，然而當一種修飾可以促使mRNA翻譯成新的蛋白亞型時，即使修飾水平很低，也可能產生重要的生物功能。當前的m6A和Ψ檢測方法局限性在于缺乏修飾程度的定量信息。m6A的調控作用可以通過pulldown m6A的方法，檢測特定序列在不同狀態下的相對富集程度進行推斷，但不能從這些數據中獲得被修飾mRNA的絕對量。新的可定量m6A和Ψ的高通量檢測方法，將極大的促進該領域的發展[7]。

另一個重要的問題是闡明RNA修飾的化學計量的動態變化。目前，表觀轉錄組學研究的重點大多是哪些位點被修飾，而不是RNA中每個被修飾位點的占比。低通量分析mRNA和病毒RNA的m6A修飾位點顯示，任何m6A修飾位點的占比都不會達到100%。修飾的化學計量變化可能是一種RNA生物學修飾的動態變化參數。修飾可以影響mRNA的結構，和（或）對RBPs的招募。任何特殊位點的修飾，會導致同一mRNA群體僅僅由于結構或是結合reader的不同，分為兩個mRNA亞群。因此，改變修飾的化學計量數，可能是同一個RNA轉錄本行使不同功能的一種機制。目前急需可以檢測修飾化學計量數的高通量方法，以闡明表觀轉錄組學在這一方面的問題[8]。

Arraystar mRNA&lncRNA表觀觀轉錄組芯片結合了雙熒光通道芯片技術與RNA修飾免疫共沉淀技術，在轉錄本水平對RNA修飾進行定量檢測。定量的表觀轉錄組圖譜可為RNA修飾調控研究提供重要信息。

此外，還有Arraystar small RNA修飾芯片，康成提供的相關技術服務在單張芯片可定量miRNA，pre-miRNA和tRNA衍生的small RNA（tsRNA，包括tRF＆tiRNA）的堿基修飾�？蓹z測的修飾包括：8-氧代鳥嘌呤（o8G），7-甲基鳥苷（m7G），N6-甲基腺苷（m6A），假尿苷（Ψ）或5-甲基胞苷（m5C）。

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②液相色譜-質譜法

LC-MS 是一種強大的技術，能以出色的靈敏度和高特異性檢測修飾過的RNA核苷。然而，在測量 mRNA 修飾的背景下，有兩個關鍵限制。

首先，LC-MS 進行位點特定檢測的能力有限。在 mRNA 的背景下，迄今為止，MS 僅適用于完全消化的核苷，因此能夠估計樣品中修飾的“整體”水平，但排除了將該修飾分配到單個位點的可能性。當應用于部分消化的 RNA 寡核苷酸時，LC-MS 原則上還可以提供位點特定信息。然而，這種分析通常需要數十到數百納克的至少部分純化的分子，這對于 mRNA 來說是不現實的，因為它具有高度異質性和低豐度 的特性。

其次，與 tRNA 和 rRNA 相比，mRNA 中修飾的相對水平越低，因此解釋 LC-MS 結果變得越來越困難。即使來自高度表達的 tRNA 和 rRNA 的低水平污染（永遠無法完全避免，盡管它們可以在一定程度上基于 tRNA 特異性或 rRNA 特異性核苷進行估計），也可能導致對mRNA修飾水平的高估。m6A 是 MS 廣泛進行的第一個mRNA 修飾分析，在這方面施加的限制較少，因為它在 mRNA 中高度豐富，但在 tRNA 中不存在，并且僅存在于 rRNA 中的兩個位點（因此，污染可能導致低估實際 m6A 水平）。

相比之下，絕大多數非 m6A 表觀轉錄組在 mRNA 中都非常罕見，在 tRNA 和 rRNA1 中更為普遍，這嚴重限制了 LC-MS 了解其豐度和動態的能力。在一些情況下，通過 LC-MS 估計的修飾豐度（基于該修飾被認為在 mRNA 中以高水平存在）和基于基因組方法（通常無法檢測 mRNA 中的大量修飾）；因此，這些差異的根源可能在于 mRNA 部分中的 tRNA 或 rRNA 污染物。另一種可能性是某些修飾是 RNA 損傷的結果，這可能導致核苷酸的烷基化和氧化。這種隨機散布在整個轉錄組中的非酶促修飾可以通過 LC-MS 檢測到，但不能通過基因組方法檢測到，這需要在特定位點積累信號。

③基于測序的方法

在過去十年中，基于高通量測序分析各種修飾已經成為了該領域進步的關鍵驅動力。這些方法可以告知 mRNA 中修飾的存在及其在轉錄組中的精確位置。

與 LC-MS 相比，原則上單個工作流程就可以獲知所有修飾的豐度，而使用基因組方法識別修飾需要為每個修飾開發專用且獨特的工作流程。這種方法需要克服的根本挑戰是，大多數修飾在標準測序中是“不可見的”，也就是說，它們在將 RNA 逆轉錄為 cDNA 后不會留下任何痕跡，這是基于 Illumina 的標準測序的先決步驟方法。因此，科學家們已經開發了一套方法來呈現不同的可見修改。對于 m6A，主要檢測方法依賴于抗 m6A 抗體，這些抗體用于選擇性免疫沉淀含有 m6A 的短 RNA 片段。

盡管免疫沉淀是一種通用方法，原則上可以用于檢測任何修飾，但實際上，基于抗體的方法在繪制非 m6A 表觀轉錄組的圖譜方面的效用相當有限。曾經研究人員嘗試使用它來繪制 m1A 或 ac4C36 的圖譜，現在被認為會導致大量假陽性位點，這可能是由于抗體交叉反應造成的�？� m6A 抗體也存在這種交叉反應性；然而，鑒于 m6A 的豐度相對較高，信噪比仍然可控。相比之下，以較低數量級的豐度存在的修飾導致非特異性與特異性結合事件的比率急劇增加。

因此，對于絕大多數非 m6A 表觀轉錄組，已經開發出利用修飾堿基的獨特化學性質使它們在逆轉錄后可見的方法。這是通過不同的策略實現的，例如，通過改變修飾堿基身份的修飾特異性化學物質或通過將大量殘基特定連接到修飾堿基上導致逆轉錄過程中過早截斷（見下表）。這些實驗方案通常會導致修改位點的錯配或缺失，或者導致讀取的“堆積”，這些讀取選擇性地在特定位置開始或結束，然后可以從中推斷出修改的存在。此類化學基因組學方法的主要優勢在于其出色的、通常為單核苷酸的分辨率，以及它們能夠提供修飾水平的相對定量，有時甚至是絕對定量[1]。

比如康成生物建立了一種高靈敏的絕對定量的實時熒光定量PCR定量分析方法，可以在單核苷酸分辨率水平上準確檢測RNA中m6A修飾位點, 并對未知模板進行定量分析。該方法可成功地應用于實際生物樣品中m6A修飾的精確檢測，即使是低豐度RNA的樣本。

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近年來也有一些新的測序技術陸續出現，比如2017 年，北京大學伊成器課題組和以色列魏茨曼研究所的研究團隊分別獨立報道了單堿基分辨率水平檢測 m1A 的新方法——m1A-MAP 和m1A-Seq。2019 年，芝加哥大學 Bryan C． Dickinson 團隊與何川團隊合作，研究開發了可快速選擇逆轉錄酶的進化平臺，并利用該平臺研究 mRNA 上的 m1A 修飾，實現了單堿基水平 m1A 的檢測。

另外，直接的RNA納米孔測序也備受關注，RNA表觀遺傳學的先驅人物、康奈爾大學的Christopher Mason表示，“過去，我們通常是利用抗體或化學分析來推斷RNA的修飾狀態。直到最近，我們才開始進行直接的RNA測序。利用納米孔測序儀，我們能夠直接測序RNA，而不需要逆轉錄。我們第一次直接測定RNA修飾：整個分子存在哪些修飾，又存在哪些異構體�！�

所以可以說，納米孔測序能完整測序，讀出RNA序列的m6A,m5C修飾（一般是讀取單分子序列時比無修飾堿基有延遲），讀長優勢使之對可變剪切研究和異構體更有優勢，不用拼接，也不容易丟失罕見分子，但是就是費用比較貴。

在最近的一篇熱點文章“The Architecture of SARS-CoV-2 Transcriptome SARS-CoV-2”中，研究人員就用MinION納米孔測序儀進行了DRS測序，獲得了879,679個reads（1.9 Gb），結果不僅證明了病毒轉錄本占據主導地位，而且納米孔DRS基于RNA的單分子檢測，提供了獨特的機會來檢查單個RNA分子的多個轉錄組特征，解析了新冠病毒RNA修飾特點[9]。

⑵目前已知的RNA表觀轉錄修飾：

m6A

m6A是真核生物mRNA上含量最豐富的化學修飾，由甲基轉移酶復合物（包含METTL3，METTL14，WTAP，KIAA1429，RBM15，RBM15B）催化產生，可被去甲基化酶ALKBH5或FTO去除。目前已發現了多種特異性識別m6A位點的蛋白或復合物，包括YTH家族蛋白（YTHDF1-3，YTHDC1）、轉錄起始復合物eIF3、核糖核蛋白（HNRNPA2B1，HNRNPC）以及RNA結合蛋白SRSF2。m6A主要分布在終止密碼子附近和3’UTR區，影響RNA配對、改變RNA二級結構、或被蛋白直接識別，進而調控mRNA的成熟、可變剪接、穩定性和翻譯過程。與A-U配對相比，m6A-U配對較不穩定，引發RNA內部雙鏈解旋與二級結構轉變。m6A常在雙鏈與單鏈的過渡區域堆疊，增強RNA轉變后構象的穩定性。去甲基化則可以使mRNA恢復原來構象。這種構象轉變可能導致mRNA與不同蛋白的相互作用改變，從而產生不同的生物學效應。m6A能直接被特定蛋白的疏水結構域所識別。比如，YTH家族蛋白可以特異性的識別m6A，特別是GGm6ACU保守序列。其成員之一YTHDC1識別并結合m6A，調控靶向mRNA的可變剪接。而另一成員YRHDF2與m6A結合后，招募CCR4-NOT復合物，促進靶向RNA的降解。在UV輻射或熱休克反應中，轉錄起始復合物eIF3與5’UTR區的m6A結合，促進帽非依賴的翻譯過程。編碼區的m6A可被SRSF2識別，參與脂肪生成的調控。在果蠅中，YTHDC1同源蛋白識別性別致死mRNA上的m6A位點，調控其可變剪接，從而控制果蠅的性別。如前所述，m6A介導的mRNA穩定性調節也對干細胞分化與生物節律時鐘控制十分重要。此外，m6A也能通過影響mRNA與tRNA反密碼子的配對速率與保真度，從而影響翻譯延伸。

研究方法方面，Arraystar m6A單堿基分辨率芯片利用RNA酶MazF對m6A敏感的特性，可在單堿基分辨率水平定位m6A位點，并對其進行定量。該芯片具有其它現存技術難以企及的優勢，是研究m6A動態變化、生物學功能以及疾病相關性的強大工具。

m1A

m1A是新近發現的可逆的表觀轉錄修飾，能被RNA修復酶ALKBH3去除，目前尚未發現明確的m1A修飾酶與修飾識別蛋白。與m6A不同，m1A的表達豐度較低，主要分布在mRNA的5’UTR區，可能參與調節翻譯起始過程。m1A能完全阻止Watson-Crick配對，引起RNA雙鏈解旋，并促進RNA-蛋白的靜電相互作用或RNA可變二級結構的形成。m1A的生物學功能仍屬未知。有研究發現，在熱休克或營養匱乏等壓力條件下，細胞內的m1A表達水平上升，可能是通過促進帽依賴性翻譯，參與細胞的應激反應。

m5C與hm5C

m5C廣泛分布于tRNA與rRNA上，具有穩定tRNA二級結構、影響反密碼子環構象、維持rRNA翻譯保真等功能。新近的RNA測序結果發現，mRNA的編碼區與非編碼區上存在8000多個m5C位點，而且相當一部分位點集中在5’UTR與3’UTR區。m5C可由甲基轉移酶NSUN2或TRDMT1催化形成，被雙加氧酶TET氧化形成hm5C。hm5C可能經過進一步氧化形成f5C，進而變回胞嘧啶核苷（C）。m5C不影響堿基配對，但可能增強堿基堆疊以及RNA與蛋白的疏水作用。m5C具有多種生物學功能。p16 mRNA在被NSUN2酶添加m5C修飾后，其降解被抑制，穩定性增強。在細胞周期中，NSUN2的表達受到精密調控。NSUN2可在CDK1 3’UTR區添加m5C修飾，促進其翻譯；同時在CDKN1B的5’UTR區添加m5C修飾，抑制CDKN1B的翻譯。二者共同作用，增強細胞的增殖能力。m5C還與衰老相關基因的翻譯控制有關，過表達NSUN2可以延緩復制性衰老的發生。作為m5C的氧化產物，hm5C也能增強翻譯效率。hm5C在果蠅的腦中表達量很高，可能參與果蠅的腦部發育。

Pseudouridine (ψ)

假尿嘧啶核苷ψ，常被成為第五類核苷酸，由尿嘧啶核苷（U）異構化形成。在人的細胞和小鼠組織的mRNA中，ψ/U的比率約為0.2-0.6%。尿嘧啶與假尿嘧啶的異構化反應由PUS酶單獨，或與H/ACA核糖核蛋白一起，催化完成。假尿嘧啶能減少RNA構象的可變性，增強堿基配對穩定性以及與蛋白之間的的極性相互作用。假尿嘧啶可能調控mRNA穩定性和基因表達，參與酵母的熱休克反應，但具體機制目前尚不明確。

Inosine (I)

肌苷修飾，常稱為A-to-I編輯，是高等真核生物里最常見的一種RNA編輯方式，由腺苷酸脫氨酶ADAR完成。A-to-I編輯主要發生在非編碼區或內含子區的Alu元素內。A-to-I編輯完全改變了堿基配對特性，AU配對轉變為IC配對，從而改變所編碼的氨基酸。比如，A-to-I編輯將大腦谷氨酸受體中的谷氨酰胺重編碼為精氨酸，導致了鈣離子通透性的改變。此外，A-to-I編輯還具有改變可變剪接、調節miRNA的產生與功能、以及監控先天性免疫反應等作用。

ac4C

2018年，美國NIH的Shalini Oberdoerffer教授在Cell發表研究論文：Acetylation of Cytidine in mRNA Promotes Translation Efficiency，首次揭示mRNA上存在大量ac4C修飾，并且ac4C影響mRNA的穩定性與翻譯效率。

N4-acetylcytidine (ac4C)，N4位乙酰胞嘧啶，是真核原核生物中保守的化學修飾，早期研究認為ac4C主要存在tRNA和18S rRNA上。而近期研究顯示，mRNA上也存在大量的ac4C，其豐度甚至不低于mRNA攜帶的m7G帽子修飾。NAT10是目前鑒定的唯一同時具有乙�；�酶結構域和RNA結合結構域的蛋白，因此被認為是RNA ac4C修飾酶。

由此，乙�；�作為一類新的 mRNA 修飾，將表觀轉錄組擴展到已知類別的甲基化和異構化之外。這些工作還擴展了 mRNA 修飾的已知庫，并確定了多種化學修飾的存在，mRNA 修飾的新模式在未來很可能會繼續出現。進一步了解這些修飾的功能、調節它們在特定轉錄本上的存在的途徑和機制，以及它們在各種生理和疾病背景下的功能，將有助于更全面地了解表觀轉錄組在基因表達中的作用[6]。

TGM修飾

5’端超甲基化的TMG修飾是最早被發現的修飾之一。在許多被RNA聚合酶II轉錄的RNA中，尤其是非編碼RNA，例如剪接體的重要組成成分snRNA，5’端的m7G甲基帽子會被超甲基化，形成具有三個甲基的N2, N2, 7-三甲基鳥苷（TMG）帽子，廣泛存在于真核生物中。三甲基鳥苷合成酶（Tgs1）在許多生物體中已經被證實是合成TMG帽子的唯一甲基酶，在進化上從酵母到人類都很保守。由于體外實驗的局限性，TMG修飾對剪接體RNA的調控機制還存在很多不清楚的地方，并且在大多數多細胞模式生物中都無法直接從體內對TMG修飾進行研究，因此，TMG修飾已經被發現了五十多年，但是其在多細胞生物中的功能并不明確。

 （生物通：萬紋）

參考文獻：

1. The epitranscriptome beyond m6A,Nature Reviews Genetics volume 22, pages119–131 (2021)

2. Epitranscriptome sequencing technologies: decoding RNA modifications,Nature Methods volume 14, pages23–31 (2017)

3. Detecting RNA modifications in the epitranscriptome: predict and validate,Nature Reviews Genetics volume 18, pages275–291 (2017)

4. RNA editing-dependent epitranscriptome diversity in cancer stem cells,Nature Reviews Cancer volume 17, pages381–392 (2017)

5. RNA modifications: what have we learned and where are we headed? Nature Reviews Genetics volume 17, pages365–372 (2016)

6. mRNA acetylation: a new addition to the epitranscriptome，P. Cody He & Chuan He Cell Research volume 29, pages91–92 (2019)

7. Wendy V. Gilbert, Tristan A. Bell, Cassandra Schaening. Science (2016)

8. Cole J.T. Lewis, Tao Pan, Auinash Kalsotra. Nat Rev Mol Cell Biol (2017)

9. The Architecture of SARS-CoV-2 Transcriptome,Cell,April 23，2020